以正式出版文本为准中华人民共和国出入境检验检疫行业标准 SN/T 1467 —2020 代替 SN/T 1467— 2004 小鹅瘟检疫技术规范 Quarantine protocol for goose parvovirus 2020 -12-30发布 2021 -07-01 实施ICS 11.220 CCS B 41 中华人民共和国海关总署 发 布以正式出版文本为准以正式出版文本为准 SN/T 1467—2020I前 言 本文件按照 GB/T 1.1— 2020 给出的规则起草。 本文件替代 SN/T 1467— 2004《小鹅瘟病毒分离和琼脂免疫扩散试验方法》 。 本文件与 SN/T 1467— 2004 相比，除编辑性修改外，主要技术变化如下： ——增加聚合酶链反应（PCR）方法。 ——修订了附录 A，增加了附录 B、附录 C 和附录 D。 本文件由中华人民共和国海关总署提出并归口。 本文件起草单位：中华人民共和国南京海关。 本文件主要起草人：罗朝科、徐晔、唐泰山、李超美、朱雪良、刘学辉、王成龙、段宏安、 周毅、王凤芝、丁超。 本文件所代替文件的历次版本发布情况为： —— SN/T 1467— 2004以正式出版文本为准以正式出版文本为准1 SN/T 1467—2020小鹅瘟检疫技术规范 1 范围 本标准规定了小鹅瘟病毒的临床诊断、病毒分离试验、琼脂免疫扩散试验和聚合酶链反应 （PCR）等技术要求。 本标准适用于禽类及其产品中小鹅瘟病毒的出入境检疫。 2 规范性引用文件 下列文件中的内容通过文中的规范性引用而构成文件必不可少的条款。其中，注日期的引用文 件，仅该日期对应的版本适用于本文件；不注日期的引用文件，其最新版本（包括所有的修改单）适 用于本文件。 GB/T 6682 分析实验室用水规格和试验方法 3 术语和定义 本文件没有需要界定的术语和定义。 4 临床诊断 小鹅瘟简介参见附录 A，小鹅瘟的发病症状与病理变化参见附录 B。 5 实验室诊断 5.1 样品采集 5.1.1 对死亡或濒死动物，无菌采取肝、胰、脾、肾、脑等样品。 对活动物，采集全血。 对动物产品， 采集内脏、组织。 5.1.2 样品的采集和包装应采用无菌器具，采集后应密封、冷藏并立即运送到实验室。 5.1.3 样品用含抗生素的 pH 7.0 ~7.4 磷酸盐缓冲液（PBS） （配制方法见附录 C）制成 10%~20% 的悬 浮液，4 ℃ 3 000 r/min 离心 10 min，取上清液经 0.22 µm 滤膜过滤除菌。采集或处理的样品在 2 ℃ ~ 8 ℃条件下保存不超过 4 d，若需长期保存，应放置 -70 ℃冰箱，但应避免反复冻融。 5.2 病毒分离试验 5.2.1 试剂 ——青霉素（工作浓度 10 000 IU/mL） ； ——链霉素（工作浓度 10 000 IU/mL） ； —— 9 日龄 ~11 日龄 SPF 鹅胚。以正式出版文本为准2 SN/T 1467—20205.2.2 主要设备 ——生物安全柜； ——离心机； ——恒温培养箱； ——微量可调移液器。 5.2.3 试验程序 5.2.3.1 鹅胚接种 吸取经过滤除菌的样品处理液，经尿囊腔接种至少 5 枚 9 日龄 ~11 日龄的 SPF 鹅胚，0.2 mL/ 枚， 35 ℃ ~37 ℃孵育 4 d~7 d。接种后每天检查鹅胚生长情况。 5.2.3.2 病毒收获 收集 18 h 以后的死胚以及培养结束时存活的鹅胚，置冰箱 4 ℃致冷 4 h~24 h，无菌采集尿囊液。 5.2.4 病毒鉴定 使用琼脂扩散试验或聚合酶链反应（PCR）进行小鹅瘟病毒鉴定。 5.3 琼脂免疫扩散试验 5.3.1 试剂和材料 5.3.1.1 除另有规定外，所有试剂均为分析纯或生化试剂。 5.3.1.2 琼脂板（配制方法见附录 C） 。 5.3.1.3 小鹅瘟病毒阳性血清（由指定单位提供） 。 5.3.1.4 小鹅瘟病毒阴性血清（由指定单位提供） 。 5.3.1.5 小鹅瘟病毒标准抗原（由指定单位提供） 。 5.3.2 主要设备 微量可调移液器，酒精灯， 37 ℃恒温箱。 5.3.3 检测抗体 5.3.3.1 被检血清制备 按常规方法采血分离血清。应无溶血，无细菌污染。保存于 4 ℃。 5.3.3.2 被检鹅卵卵黄处理 被检鹅卵黄的处理用注射器（不带针头）吸取 20 mL 新鲜鹅卵黄于离心管中，加入等量生理盐 水充分振荡均匀，再加入 20 mL 三氯甲烷振荡 30 min 后，以 3 500 r/min 离心 30 min，取上清液 （约 20 mL）装入透析袋内，置 40% 聚乙二醇中浓缩（约 6 h~12 h）至 1 mL~2 mL，吸出浓缩液并用 1 mL~ 2 mL 生理盐水洗透析袋，吸出合并于浓缩液中，控制最终浓缩倍数 5 倍。最后以 3 500 r/min 离心 30 min，取上清液加入 0.01% 硫柳汞，冻结保存（-20℃）待检。 5.3.3.3 打孔 反应孔现用现打。在制备的琼脂板上，按照图 1 打孔，孔径约 5 mm，孔距 2 mm~5 mm。将孔中以正式出版文本为准3 SN/T 1467—2020的琼脂用针头轻轻挑出或吸出，勿伤边缘，以免渗漏。 图1 5.3.3.4 封底 用酒精灯轻烤平皿或玻璃板底部，封闭孔的底部，以防侧漏。 5.3.3.5 加样 用微量移液器吸取抗原悬液加到 G 孔中，阳性血清对照加入 + 孔中，被检血清或卵黄上清液按 照顺序分别加入其余各孔中，每孔均以加满不溢为度。每加一个样品换一个吸头。 5.3.3.6 作用 加样完毕后，静置 10 min，然后将平皿水平倒置或玻璃板水平正置放入湿盒内，放入湿盒于室温 22 ℃ ~25 ℃下作用 48 h~72 h，分别于 24 h、48 h 和 72 h 观察并记录结果。 5.3.3.7 结果判定 5.3.3.7.1 在暗背景下，将琼脂板置日光灯或侧强光下观察，若标准阳性血清与抗原孔之间出现一条 清晰致密的白色沉淀线，则试验成立，否则视为无效，需重做。 5.3.3.7.2 若被检血清孔与中心抗原孔之间出现沉淀线，并与标准阳性血清的沉淀线末端相吻合，则 被检血清判为阳性（如图 1 所示 1 号孔） 。 5.3.3.7.3 若被检血清孔与中心抗原孔之间不出现沉淀线，但标准阳性血清的沉淀线一端弯向被检血 清孔（如图 1 所示 3 号孔） ，则此孔的被检血清判为弱阳性（凡弱阳性者应重复试验，仍未弱阳性者， 判为阳性） 。 5.3.3.7.4 若被检血清孔与中心抗原孔之间不出现沉淀线且标准阳性血清的沉淀线直向被检血清孔或 向其外侧偏弯者（如图 1 所示 2 号孔） ，则被检血清判为阴性。 5.3.3.7.5 若被检血清孔与中心抗原孔之间的沉淀线与标准阳性血清和抗原孔之间的沉淀线交叉 直伸（如图 1 所示 4 号孔） ，则判为非特异性反应，应重复该试验。若仍出现非特异性反应则判 为阴性。 5.3.4 检测抗原 5.3.4.1 抗原制备 从鹅胚中取出绒毛尿囊膜，用 pH7.2，0.01 mol/L PBS 冲洗后，用研磨器磨碎后连续冻融 3 次 ~ 4 次，1，000 r/min 离心 10 min 后取上清液，按终浓度 0.1% 的量加入甲醛溶液。以正式出版文本为准4 SN/T 1467—20205.3.4.2 打孔 在制备的琼脂板上，按照图 2 打孔，孔径约 5 mm，孔距 2 mm ~5 mm。将孔中的琼脂用针头轻轻 挑出或吸出，勿伤边缘，以免渗漏。 图 2 5.3.4.3 封底 用酒精灯轻烤平皿或玻璃板底部，封闭孔的底部，以防侧漏。 5.3.4.4 加样 用微量移液器吸取标准阳性血清加到 S 孔中，标准抗原滴入 + 孔中，按照 5.3.4.1 制备好的抗原 悬液加入其他外周孔，每孔均以加满不溢为度。每加一个样品换一个吸头。 5.3.4.5 作用 加样完毕后，静置 5 min ~10 min，然后将平皿水平倒置或玻璃板水平正置放入湿盒内，于 37 ℃ 温箱中作用，分别作用 24 h、48 h 及 72 h 后观察并记录结果。 5.3.4.6 结果判定 5.3.4.6.1 在暗背景下，将琼脂板置日光灯或侧强光下观察，若标准抗原悬液孔与中心标准阳性血清 孔之间出现一条清晰致密的白色沉淀线，则试验成立，否则视为无效，需重做。 5.3.4.6.2 若被检抗原液与中心标准阳性血清孔之间出现沉淀线，并与标准抗原悬液的沉淀线末端相 吻合，即可判定被检抗原悬液为阳性（如图 2 所示 1 号孔） 。 5.3.4.6.3 若被检抗原与中心标准阳性血清孔之间不出现沉淀线，但标准抗原悬液的沉淀线一端弯向 抗原悬液孔（如图 2 所示 3 号孔） ，则被检抗原悬液判为弱阳性（凡弱阳性者应重复试验，仍未弱阳 性者，判为阳性） 。 5.3.4.6.4 若被检抗原悬液与中心标准阳性血清孔之间不出现沉淀线且标准抗原悬液沉淀线直向被检 抗原悬液孔或向其外侧偏弯者（如图 2 所示 2 号孔） ，则被检抗原悬液判为阴性。 5.3.4.6.5 若被检抗原悬液与中心标准阳性血清之间的沉淀线与标准抗原悬液和中心标准阳性血清孔 之间的沉淀线交叉直伸（如图 2 所示 4 号孔） ，则判为非特异性反应，应重复该试验。若仍出现非特 异性反应则判为阴性。 5.4 聚合酶链反应（PCR） 5.4.1 试剂 5.4.1.1 除另有规定外，所有试剂均为分析纯或生化试剂。